DESARROLLO MOTOR

DESARROLLO MOTOR ETAPA NEONATAL RATA DE LABORATORIO

Reflejos posturales.

Enderezamiento en superficie.

A cada una de las crías se le permiten 2 intentos de un máximo de 15 segundos para enderezarse por completo, estando de espaldas sobre una superficie llana. El enderezamiento antes de 3 segundos se considera como signo de madurez de este reflejo.

Enderezamiento en el aire.

Se lanza el animal en posición horizontal de espaldas al suelo, hacia una superficie acolchonada situada aproximadamente a una distancia de 30 cm. El criterio de madurez del reflejo de enderezamiento en el aire es el siguiente: de 3 intentos, el animal debe caer un mínimo de 2 veces sobre las 4 patas.

Geotaxis negativa.

Se mide la tendencia del animal a girar la cara y la cabeza hacia arriba cuando, cogido por la cola por el experimentador, se avanza boca abajo hacia una superficie.

Desarrollo locomotor.

Los 3 estadios de madurez del patrón locomotor pueden definirse de la siguiente forma:

1. Pivotamiento: Se observan movimientos espontáneos de las patas delanteras (sin separación de los dígitos). Las patas posteriores no siguen estos movimientos de una forma coordinada y las patas delanteras producen una locomoción circular llamada pivotamiento.

Frecuentemente este tipo de movimiento aparece hacia el final de la primera semana de vida. Puede observarse de dos formas: o bien la cabeza se mueve hacia un brazo, donde se apoya y subsiguientemente, el brazo se desplaza en el sentido del giro del cuerpo, o bien, finalmente puede apreciarse otro movimiento de giro proporcionado por un impulso del brazo opuesto.

2. Arrastramiento: Se inicia normalmente hacia el octavo día de vida. El animal separa los dedos de las extremidades anteriores durante el movimiento. En ocasiones se da todavía pivotamiento, si las extremidades posteriores permanecen pasivas. Sin embargo, pueden proporcionar una propulsión, aunque con movimientos incoordinados, de lo que resulta el arrastramiento. Si estos movimientos lentos de las patas traseras no siguen a las delanteras, las primeras pueden ser arrastradas en una posición extendida. Sobre los días 10-11 de edad aparece el control individualizado de los dedos posteriores, lo que favorece la tracción. Aquí empieza la locomoción cuadrúpeda con el tronco elevado, aunque las patas traseras todavía no siguen durante mucho tiempo a las delanteras y acaban siendo arrastradas en posiciones extravagantes.

3. Andar coordinado: Hacia los días 12-13 de edad el estilo de locomoción predominante es con el tronco elevado sobre las 4 patas. Se produce un andar coordinado en esta posición, a pesar de que en ocasiones fallan las patas traseras, al abrir los ojos (día 14-15) el animal camina de forma normal, elevando quizás de forma exagerada las patas traseras.

A partir de aquí la locomoción mejora. El método empleado para examinar el desarrollo locomotor de las crías es el siguiente: Las crías se emplazan individualmente en el centro de un campo abierto construido con metacrilato, con una base de 45 x 60 cm. El suelo se halla marcado con cuadrados de 15 cm de lado. Las crías se examinan individualmente, durante un período de 1 ó 2 minutos. Se monitoriza visualmente lo siguiente:

Referencias:

Rodríguez M.D, Gámez R, González J, García H, Acosta P, Goicochea E. Lack of

Developmental Toxicity of D-003: a Mixture of Long-chain Fatty Acids in Rats. Food

and Chemical Toxicol 2003; 41: 89-93.

Rodriguez M.D, Gonzalez J.E, Aleman C. Evaluation of the reproductive and developmental

toxicity of the D-003, a mixture of long-chain fatty acids, in rats and rabbits. Food Chem

Toxicol 2004; 42(12):1977-1985.

Rodríguez M.D, González J.E, León F, Gutiérrez A. Perinatal and postnatal study of D-003,

a mixture of long-chain fatty acids, in rats. J. Med. Food 2006; 9:223-230.

Wier P.J, Ventre J.R. Statistical analyses of reproductive and developmental toxicology

studies. Drug Information Journal 1990; 24:395-405.

Mark D.J, Semler D.E, Shayne C.G. Animal Models in toxicology. Chapter 3, The Rat.

Toxicology. Second edition. New York (U.S.A): Published by Shayne C. Gad and Taylor &

Francis Group, LLC; 2007.p.180-183.

RAT-NEONATAL

EVALUACIÓN DEL DESARROLLO FÍSICO Y FUNCIONAL EN RATAS RECIÉN NACIDAS PARA SU USO EN ESTUDIOS DE TOXICOLOGÍA PERINATAL Y POSTNATAL.

Daniel Francisco Arancibia

Introducción

El diseño de tres estudios que abarcan de forma directa o indirecta todos los estadios del proceso de la reproducción, se considera que es el más adecuado para la evaluación de la mayoría de los productos medicinales y vacunas.1 Se deben tener en cuenta todos los datos farmacológicos, cinéticos, y toxicológicos para decidir cuáles de los estudios se realizarán. La opción más probable es la combinación de estudios sobre: 2 - La fertilidad y el desarrollo embrionario temprano. - El desarrollo pre y postnatal incluyendo la función reproductiva. - El desarrollo embriofetal. El estudio de fertilidad evidencia los efectos tóxicos que se producen como resultado del tratamiento desde antes del apareo, durante el apareo y hasta la implantación. Detecta efectos sobre el ciclo estral, la implantación y el desarrollo en los estadios preimplantacionales del embrión. En el macho permite evaluar efectos funcionales sobre la libido y la maduración epididimal.3 Por su parte el estudio de los efectos sobre el desarrollo pre y postnatal el cual en este artículo es del que nos compete hablar, detecta los efectos tóxicos en la hembra durante la preñez y la lactancia y aquello producidos en las crías por la exposición de las madres desde la implantación hasta el destete. Este y el anterior estudio se realizan al menos en una especie, preferiblemente la rata.4 El estudio de los efectos sobre el desarrollo embriofetal detecta efectos adversos en la hembra preñada y el desarrollo embriofetal, debido a la exposición de las madres desde la implantación hasta el cierre del paladar duro. Debe hacerse en dos especies: un roedor, preferiblemente la rata, y un no roedor, preferiblemente el conejo.5 Existen procedimientos los cuales se aplican en cualquier estudio para determinar los efectos sobre las crías de los tratamientos dados a sus padres. Por lo general se plantea que las camadas no deben ser reducidas a menos que se especifique en un protocolo experimental particular. Aunque parece existir una fuerte relación entre tamaño de la camada y media del peso del cuerpo de los neonatos, esta relación es determinable, mientras la reducción puede producir efectos no determinables. Los diferentes parámetros que se describen a continuación, se refieren al desarrollo físico, sensorial, motor y de comportamiento, en la rata. Cada uno de los parámetros descritos, aparece normalmente en la rata en un margen de edad concreto, por lo que varía el momento de su observación.3 Este procedimiento detalla una metodología para evaluar el desarrollo físico y funcional de roedores desde el nacimiento hasta el destete.

Desarrollo

Para este tipo de estudio se tienen en cuenta dos diseños, en el primero por lo general los investigadores seleccionan al azar un macho y una hembra de cada camada, por cada hembra parida de las 20 hembras que con anterioridad formo los grupos en el diseño experimental del estudio durante el apareo y la preñez, otros hacen una reducción de camada, teniendo en cuenta que la rata paré alrededor de 12-16 crías, toman 8 crías de cada camada seleccionadas al azar, las cuales serán las analizadas. Luego en ambas variantes se procede a marcarlos para permitir su futura identificación. Las crías seleccionadas serán usadas para todos los estadios de evaluación a menos que ocurra la muerte, en cuyo caso se seleccionara una cría de reemplazamiento de la misma camada. El desarrollo de las crías debe ser evaluado los días 1, 3, 5, 7, 9, 11, 13, 15, 17, 19 y 21, considerando como día 0 el día de su nacimiento. La presencia o ausencia de todos los signos descritos a continuación, excepto la actividad exploratoria y la marcha, debe ser determinada en cada una de estos días. La actividad exploratoria y la marcha deben ser determinadas el día 22 solamente.3 La mayoría de las medidas del desarrollo son subjetivas por lo que el criterio para la evaluación ha de ser tan preciso como sea posible. Cuando se requiera más de un observador para un estudio en particular, es importante que los diferentes observadores aseguren que sus evaluaciones tienen una base común, antes de trabajar individualmente. Cuando no se evalúe un signo particular, se debe dibujar una línea diagonal a través de la casilla de entrada de datos de que se trate. Esto debe ocurrir sólo cuando el desarrollo físico del neonato no ha alcanzado un estadio donde sea posible evaluar el signo. Por ejemplo, si los ojos no se han abierto, entonces el reflejo corneal no puede ser evaluado.

Parámetros del desarrollo.

Desarrollo físico.

A continuación explicaremos como se deben medir algunos de estos parámetros, sobre todos aquellos más difíciles de determinar por estar expuestos a un rango de mayor error. - Vibrisas. Registrar la presencia o ausencia de vibrisas como (+) o (-). - Oreja. Registrar la ausencia de cualquier desarrollo de la oreja como (-). Registrar ambas orejas no plegadas como "U". Separación completa de la oreja de la cabeza y su grado de elevación debe ser registrado como "1/4", "1/2", "3/4", etc, este es analizado el día 7 de nacido cuando se verifique la abertura de los orejas.6 - Apertura de los ojos. El ojo izquierdo abierto debe ser reportado como "I" y el ojo derecho abierto como "D", este parámetro debe ser analizado el día 14 de nacido. - Crecimiento del pelo. El crecimiento del pelo debe ser graduado en una escala de uno a siete, como se detalla a continuación: 7 1- Primeros signos de crecimiento los cuales pueden no ser inmediatamente aparentes. 2- Pelo corto dorsalmente, aparente como una coloración ligera blanca pero sin crecimiento ventral. 3- Pronunciado color blanco dorsalmente, sin crecimiento ventral. 4- Engruesada la cubierta blanca dorsalmente, comienzo de crecimiento ventral. 5- Gruesa cubierta blanca dorsal, crecimiento ventral, comienzo de crecimiento sobre las patas. 6- Completa cubierta de pelo, no totalmente desarrollado. 7- Cubierta de pelo totalmente desarrollada. - Crecimiento de las uñas. Registrar la presencia (+) o ausencia (-) de uñas endurecidas en las patas traseras. - Erupción de los dientes (incisivos). Registrar la erupción de los dientes como (+). - Observaciones anormales. Todos los signos anormales o inusuales observados en el comportamiento o las condiciones físicas tienen que ser anotados. (Ver Tabla 1)

Desarrollo sensorial.

Respuesta auditiva. Para observar la respuesta auditiva se han de examinar las crías una por una en una habitación diferente a la del alojamiento para evitar que el resto de los animales de la misma camada o de las restantes camadas se habitúen al sonido que se utiliza para la prueba. Como fuente de sonido puede usarse una "rama metálica", o bien aparatos de ultrasonidos, etc. Se coloca al animal de forma que la oreja quede enfocada hacia la fuente de sonido. Se efectúa un sonido breve y se observa la respuesta del animal. Se considera que la prueba es positiva al apreciarse un movimiento ó un pequeño salto en el animal. Registrar la respuesta como presente (+) o ausente (-). La cría no debe ser sujetada durante este proceso.8-9

Respuesta visual.

Se examinan las crías individualmente. Se coge la cría por la cola y con la cabeza dirigida hacia abajo, se avanza despacio hacia un objeto. Se considera que la prueba es positiva cuando las patas delanteras alcanzan el objeto antes que el animal lo toque con la cara.10, 11 Reflejo pupilar. Se examinan las crías individualmente. Se realiza con un rayo de luz poco intenso, en una habitación a oscuras. Se acerca el foco de luz al ojo del animal y con la ayuda de una lupa, se observa la contracción pupilar. Se examinan ambos ojos de cada animal.10-12 Reflejo corneal. Se examinarán las crías individualmente. Con un hilo rígido (seda o nylon) se toca brevemente con suavidad la córnea del animal, observando si se da alguna respuesta (parpadeo, movimiento de la cabeza). Se examinarán ambos ojos. Si el reflejo esta presente la cría parpadeara rápidamente. Registrar el reflejo como (+) o (-).13

Reflejo parpebral.

Se examinarán las crías individualmente. Con un hilo rígido (seda, nylon). Se tocan brevemente y con suavidad los párpados del animal, observando si se da alguna respuesta (parpadeo, movimiento de la cabeza). Se examinarán ambos ojos.11, 14 Registrar el reflejo como (+) o (-).

Referencias Bibliográficas

1. Simister N.E. Placental transport of immunoglobulin G. Vaccine 2003;21:3365-3369. 2. Gruber M.F. Maternal immunization: US FDA regulatory considerations. Vaccine 2003; 21:3487-3491. 3. Barrow P.C. Reproductive toxicology studies and immunotherapeutics. Toxicol 2003; 185:205-212. 4. Szekeres-Bartho J. Immunological relationship between the mother and the fetus. Int Rev Immunol 2002; 21:471-495. 5. Verdier F, Barrow P.C, Burge J. Reproductive toxicity testing of vaccines. Toxicology 2003;185:213-219. 6. Alemán C.L, Más R, Rodeiro I, Noa M. Reference database of the main physiological parameters in Sprague Dawley rats from 6 to 32 months. Lab Animals 1998; 32:457-466. 7. Anderson C.A, Clark R.L. External genitalia of the rat: normal development and the histogenesis of 5 alpha-reductase inhibitor-induced abnormalities. Teratology 1990; 42(5):483-496. 8. Haschek W.M, Rousseaux C.G, Wallig M.A. Handbook of toxicologic pathology (2nd ed). San Diego, CA: Academic Press; 2002.p.342-343. 9. EPA. Health Effects Test Guidelines OPPTS 870.3800. Reproduction and Fertility Effects. United States Environmental Protection Agency 712–C–98–208; 1998.p.3-6. 10. Plaza J.A, López M.F, Gutiérrez A, Masmudi M, López J.F, Navarro I. La proteína RGS14 multiplica la memoria visual de las ratas. Science 2009; 325: 87-89. 11. Rojas L.M, Suárez S.M, Lemus M. Estrés oxidativo como posible causante de retinopatía en ratas en desarrollo sometidas a hiperoxia. Revista de Ciencia y Tecnología de América 2004; 29(10):556-561.

Disección

Material y procedimiento de diseccion.

Diseccion

View more presentations from Lenhart.

DISECCIÓN RATA WISTAR

RATA WISTAR

ALOMETRÍA TEGUMENTARIA DE LA RATA WISTAR

Marina Dorantes Velasco

RESUMEN

Se examinó la estructura del sistema tegumentario de la rata de laboratorio en etapa de lactancia, mediante análisis macroscópico y de microscopia óptica. También se estudio la relación entre tamaño y forma del órgano que compone a dicho sistema. Se utilizaron especímenes de ambos sexos Rattus novergicus, cepa Wistar. Se determinó el peso y la talla de los organismos, así como de la piel. Se realizaron cortes de 1cm observados a microscopio óptico para distinguir la estructura de las diferentes regiones del cuerpo de la rata.

INTRODUCCIÓN

Todos los mamíferos están protegidos por un sistema llamado tegumentario compuesto de piel y sus anexos. Este sistema costa de la piel, este es el órgano más grande del cuerpo y lo reviste en su totalidad, protege a todos los organismos que están expuestos a condiciones medioambientales que causan un gran daño, la piel resguarda de lesiones de origen externo, permite recibir estímulos ambientales, excretar sustancias de desecho, y tomar parte de los mecanismos de regulación de temperatura. [1]

La alometría es el estudio de la relación entre el tamaño y la forma,[2] primero definido por Huxley Julian en 1932.[3]. En biología la alometría tiene usos prácticos para el registro del crecimiento, diferenciadas de las partes del cuerpo de un organismo vivo. La alometría estudia diferencias de la forma, por ejemplo, un objeto biológico que crezca mientras que se madura. Sus cambios del tamaño con edad pero las formas son similares. En este trabajo se analizó la variabilidad de la forma y tamaño de la piel de la rata Wistar en 4 edades diferentes un periodo de 21 días, éste abarca la etapa de lactancia.

Mamíferos Roedores

El ratón (Mus musculus) y la rata (Rattus novergicus) de laboratorio son los modelos animales experimentales mas usados en la investigación biológica, biomédica, control de calidad y comportamiento. En el caso de la rata, se han reportado las principales diferencias fisiológicas y genéticas tanto en poblaciones silvestres como de laboratorio. [5]

Etapa de la lactancia

En la etapa de lactancia la inmunidad pasiva que da la madre a la cría se da por 2 vías, la primera es mediante el saco vitelino y la segunda por el calostro.

La leche de rata esta constituida principalmente por: Proteínas: 7- 12 %, Azúcares: 3 -3.5 %, Grasa: 10 -15 %, Agua: 70 -74 %.

Las hembras aptas para la lactación producen 2 feromonas para la atracción de la cría, la primera es producida en el ciego de la madre y sale por las heces de la misma, la segunda se produce en la piel del abdomen y esta estimula a las crías para que mamen del pezón de la madre. El destete se da a los 21 días post parto y las crías presentan ya un peso entre 50 y 60 gramos. [4]

Piel y anexos

La piel de rata tiene una espesa capa de pelo que proporciona el aislamiento necesario para mantener una temperatura estable. Se compone de dos capas: le dermis formada por epitelio escamoso estratificado y la dermis subyacente es mas gruesa compuesta de tejido conectivo fibroso. La dermis contiene vasos sanguíneos, terminaciones nerviosas sensoriales, el tejido adiposo y estructuras derivadas de la epidermis. Estas estructuras son: glándulas sudoríparas, folículos pilosos, pelo y uñas. [6]

Lesiones en piel

El problema de la piel más común en las ratas es causada por la picazón. La rata se rasca las costras que se crean, con mayor frecuencia en el cuello y los hombros, pero a veces también por la cara, la barbilla o la frente. Estas costras se confunden a veces con las lesiones causadas por otras ratas. Otras causas de prurito son los ácaros de piel, una alergia, exceso de proteínas la dieta. Una infección de hongos o bacteriana de la piel también pueden estar involucrados, pero rara vez son la causa principal. [7]

 

METODOLOGÍA

Material biológico

Se utilizaron un total de ocho ratas de la especie Rattus novergicus, cepa Wistar, de ambos sexos, cuatro de cada sexo de 1, 7, 14 y 21 días de nacidas (lapso que cubre la etapa de lactancia), adquiridas en el Bioterio “Claude Bernard” de la Benemérita Universidad Autónoma de Puebla. Los especímenes fueron elegidos al azar y su talla, peso y coloración se valoró post-mortem por métodos convencionales.

Fig. 1. A) Rata Wistar 24 hrs de nacida (coloración rosa sin presencia de pelo) B) Rata Wistar 7 días de nacida. (Coloración tenuemente rosa, presenta muy poco pelaje) C) Rata Wistar 21 días de nacida. (Coloración blanca con mayor presencia de pelaje) D) Rata Wistar 21 días de nacida (completamente blanca y cubierta en su totalidad por pelo)

Extracción de piel

Los ejemplares fueron sacrificados mediante cámara de CO2 y la disección se realizó con técnica de disección roma, disección realizada mediante la separación de los tejidos a lo largo de las líneas de las líneas naturales, sin necesidad de cortar. Se extrajo la piel; se registró su peso en gramos (Balanza analítica Explorer ® Pro OHAUS) y la superficie del órgano se valoro en cm2. Posteriormente se realizaron cortes de 1cm se colocaron en portaobjetos para observar a microscopio óptico la estructura de dicho órgano, en las diferentes regiones del cuerpo de la rata.

RESULTADOS

En general, se analizaron parámetros estructurales de la piel de la rata Wistar, en condiciones normales, con la intención de obtener patrones de normalidad y/o variabilidad de poblaciones en cautiverio que sirvan de base para futuros estudios morfológicos comparativos. Para tal efecto, se examinó un total de ocho ejemplares de la especie Rattus novergicus, cepa Wistar, distribuidos en dos grupos experimentales de cuatro elementos, de acuerdo a su género: hembras y machos. Cada par hembra-macho provienen de los mismos progenitores y camada.

Fig. 2. A) Aspecto de la piel vista exterior a microscopio estereoscópico, rata Wistar 24hrs de nacida. B) Aspecto de la piel vista interior a microscopio estereoscópico, rata Wistar 01 día de nacida. C) Vista exterior de piel de rata Wistar 21 días de nacida. D) Vista interior de la piel de rata Wistar 21 días de nacida

Magnitud corporal
Con respecto al peso corporal de los animales, el análisis de los datos señala que el valor medio de las hembras es de 6±65 gramos y en los machos de 6±65 gramos, con un palor p=0. En el caso de la talla, se obtuvo un valor de 6.5±20 cm para las hembras y 7±20.5 cm para los machos, p=0.5 cm. La comparación de datos entre ambos grupos indica que no hay diferencias significativas entre ambos sexos.

CONCLUSIÓN

La rata de laboratorio cepa Wistar del Bioterio Claude Bernard de la BUAP crece un 6.2% en su periodo de lactancia.

BIBLIOGRAFÍA
[1] Gartner, L.P., Hiatt, J.L. 2002. Texto Atlas de Histología., 2ª. ed., McGraw-Hill Interamericana Editores, S.A. de C.V., México, D.F.
[2] Christopher G. Small (1996). La teoría estadística de la forma. Springer. ISBN 0387947299.
[3] S. Julian. Huxley (1972). Problemas del crecimiento relativo, 2do, Dover, Nueva York.
[4] http://www.aug.edu/biology/ratlab1p.pdf
[5] Martínez Parente, J. 2004 La rata de laboratorio y del bioterio de la unidad Sur CINVESTAV, Avance y perspectiva. No. 45: 43-45
[6]Revista: Siete días en la vida de un veterinario.MVZ. Stephane Meder Vincileoni. Mexico - Noviembre 1999.
[7] L. Lane (2010). Skin Problems. CA 959773